Planta (Berl.) 94, 203--212 (1970) 9 by Springer-Verlag 1970

Bevorzugter Einbau markierten Uridins in die Vorl/iufer yon Chloroplasten-Ribosomen in Algenzellen GOTT]rl~IED GALLING u n d VOLKEI~ SSYMANK Pflanzenphysiologisehes Institut der Universiti~t G6ttingen Eingegangen am 3. Juli 1970 P r e f e r e n t i a l I n c o r p o r a t i o n of Labelled U r i d i n e into Precursors of Chloroplast I~ibosomcs i n Algal Cells Summary. After short time pulses with 5-[3H]uridine have been given to Chlorella cells, most of the radioactivity of the ribosome fractions is neither in the polysomes nor in the cytoplasmic ribosomes. Peaks with sedimentation of about 50 S and 30 S are found which are comparable in sedimentation to ribosomal subunits of Escherichia coli. During chase treatment with the one--hundred fold amount of unlabelled uridine, the radioactivity shifts into the 70 S region. The t~NA of the rapidly labelled 50 S and 30 S particles is shown to have 23 S, 14 S and 5 S, respectively. In contrast to this, radioactive inorganic phosphate and amino acids are mainly incorporated into the cytoplasmic ribosomes with 80 S and into their polysomes. The chloroplast-damaged mutant of Chlorella, Nr. 125 of Schwarze, shows no uridine incorporation into particles of 50 S and of 30 S, but some very weak labelling of the 80 S cytoplasmic monosomes. Nitrogen deficient Chlorella cells also incorporate uridine mainly into the 50 S and 30 S particles. When chase treatment with unlabelled uridine is performed under recovering conditions, the label shifts into the 70 S particles as well as into the 80 S cytoplasmic ribosomes. The results indicate that in Chlorella uridine is incorporated into chloroplast ribosome precursors rather than into particles of nuclear origin.

Stellungsspezifisch markiertes U r i d i n wird h~ufig bei der U n t e r s u c h u n g des RNA1-Stoffwechsels eingesetzt. Die Ergebnisse solcher E x p e r i m e n t e stehen oft n i c h t i m E i n k l a n g m i t B e f u n d e n nach E i n b a u r a d i o a k t i v e n a n o r g a n i s c h e n P h o s p h a t s (vgl. z . B . Galling u. Richter, 1966). Bei der U n t e r s u c h u n g des U r i d i n - E i n b a u s i n Zellfraktionen y o n Chlorella h a t t e sich ergeben, dag nicht, wie erwartet, die P o l y r i b o s o m e n den H a u p t a n t e i l der Markierung enthielten, sondern Partikeln, die leichter als die Monoribosomen sind (Galling, 1968). N~here Kennzeich1 Abkiirzungen. RNA = Ribonucleins~ure, DOC = Desoxycholat, TRIS = Tris (hydroxymethyl) aminomethan, BisMSB = bis-(O-~ethylstyryl)-Benzol, PPO = 2,5-Diphenyloxazol.

204

G. Galling uad V. Ssymank:

nung des U r i d i n - E i n b a u s in Chlorellazellen ergibt n u n H i n w e i s e darauf, dab P a r t i k e i n , die als Vorl~ufer der Chloroplastenribosomen anzusprechen sind, den H a u p t a n t e f l des U r i d i n s enthalten. I m Gegensatz dazu werden sowohl A m i n o s ~ u r e n als auch anorganisches P h o s p h a t zun~chst fiberwiegend in die c y t o p l a s m a t i s c h e n R i b o s o m e n , die sich in der S e d i m e n t a t i o n y o n den chloroplastid~ren unterscheiden, inkorporiert. Die M6glichkeit einer K o m p a r t i m e n t i e r u n g der E i n b a u w e g e y o n Nucleosiden u n d a n o r g a n i s c h e m P h o s p h a t in die R N A wird d i sk u t i er t .

Material und Methoden Als Versuehsobjekt diente der Stamm 211/8b der einzelligen Gl~inalge Chlorellcb /usca Shihira et Krauss der Algensammlung des Pflanzenphysiologischen Instituts der Universit~t G5ttingen sowie die yon Schwarze und Frandsen (1960) isolierte Mutante Nr. 125 dieser Alge. Die Algen wurden in Durchlfiftungskulturen im Lichtthermostaten bei 30~ C im Licht oder in Dunkelheit in der N~ihrlSsung nach Kuhl (1962) angezogen, der fiir die Anzucht der Mutante 0,7 % Glucose zugesetzt wurde. Synehrone Anzuchten wurden im Licht-Dunkel-Wechsel von 14"10 Std mit regelm~l~iger Verdiinnung dutch frisches ~ h r m e d i u m am Ende jedes Cyelus erzielt. Durch Abzentrifugieren frisehgeteilter Zellen und Resuspendieren in ~freiem Medium (Ersatz des KNO 3 dureh ~quimolare Mengen an KC1) wurden Stickstoffmangelkulturen erhalten, zu deren N~hrlSsung zum Einsatz der Erholungsphase die fibliehe Menge an KNO 3 gegeben wurde. Zur Markierung wurden die radioaktiven Vorl~ufer (5-[aH]Uridin, spez. Akt. 19 C/mMol, 2-[a4C]Uridin, spez. Akt. 60mC/mMol, Methyl-[ltC]Methionin, spez. Akt. 530 mC/mMol und anorganisches Phosphat, 32p, tr~gerfrei, in In HC1 gelSst, alle bezogen dutch The Radiochemieal Centre, Amersham, GB) direkt in die N~hrl6sung eingespritzt. Im Falle der Phosphatmarkierung wurden die Zellen dabei in phosphatfreies Medium gebracht und vor der Applikation 60 rain an dieses adaptiert. Bei der Durchffihrung von Nachffitterungs-(,,chase")Experimenten wurde den Zellen im Anschlufi an die Markierung mit Uridin die 100fache Menge an unmarkiertem Uridin geboten. Die Zellen wurden abzentrifugiert und mit Puffer (TRIS/HC1, 0,05 M, pH 7,6 mit 0,01 M MgSOt, 0,06 M KC1, 0,006 M Mercapto~thanol, 0,5 mM CaC12, 0,1 M ZnS04) gewaschen. Mit Glasperlen yon 0,3 mm ~ wurden die Zellen dann in einer Zellmfihle (Fa. Bfihler, Tfibingen) unter Kfihlung unterschiedlich lange gesehfittelt. Zellen der Normalanzucht waren bereits nach 20 sec zu 95 % aufgebrochen, w~hrend zum AufsehluB der ~-Mangelzellen und der Mutante 2 rain erforderlich waren. Nach Aufnehmen des ttomogenats in Puffer und Absaugen fiber eine Fritte wurden die ribosomalen Fraktionen durch fraktionierte Zentrifugation gewonnen. In 30 min bei 30000 • g (20000 Upm, Rotor 40 der Spinco-Ultrazentrifuge) und 2~ sedimentierte die Grobpartikelfraktion, aus der mit DOC membrangebundene Ribosomen extrahiert werden kSnnen (Galling, 1968). Aus dem ~berstand der ersten Zentrifugation wurden die freien P~ibosomen mit 105000 • g (40000Upm) in 90 min bei 2 ~ C niedergeschlagen. Die Ribosomenfraktionen wurden naeh Suspendieren in Puffer auf lineare Rohrzuckergradienten geschichtet und entweder bei 90000 • g (27000 Upm, Rotor SW 27 der Omega-Ultrazentrifuge) und 0 ~ C 6 Std lang oder bei 350000 • g (65000 Upm, Rotor SW 65-L der Spinco-Ultrazentrifuge) und 0~ 50 min lang zentrifugiert. Nach dem Anstechen der Zentrifugenbecher wurde die Extinktion der ausflieBenden LSsung bei 260 nm kontinuierlieh gemessen

Uridin-Einbau in Chloroplasten-Ribosomen

205

und diese in Fraktionen aufgeteilt, deren Extinktioa nach Verdiinnen nochmMs gemessen wurde. Die gadioaktivitgt der Fraktionen wurde nach Auftropfen auf Glasfaserfilter (Schleicher u. Schiill) und Trocknen bestimmt durch Messung in Toluol mit bis-MSB und PPO in einem Fliissigkeitsscintillations-Spektrometer (Mark I, Nuclear Chicago Inc.). Bei gleiehzeitiger Applikation yon [aH]- und [14C]-markierten Verbindungen wurde mit einer Ausbeute yon 16,8% an [all] und yon 68% an [laC] gezghlt, mit einem Oberlappen yon 10% der [14C]-Impulse im [aH]-Kanal und praktisch zu vernachlgssigender [aH]-Ausbeute (unter 0,2%) im p4C]-Kanal. Aus einzelnen Fraktionen der Gradienten wurden die Nucleinsguren nach der Phenolmethode extrahiert, mit der RNA gereinigter unmarkierter Ribosomen versetzt, gereinigt und getrocknet. Die RNA wurde nach LSsen in Wasser ebenfMls auf lineare Rohrzuckergradienten (10--30 %, Gewicht/Volumen, gel6st in TR1S/HC1Puffer, 0,05 M, mit 0,01 M MgS04) geschichtet und 210rain bei 350000 • g (65000 Upm, Rotor SW 65 L der Spinco-Ultrazentrifuge) bei 0~ zentrifugiert. Die Messung der Extinktion bei 260 nm erfolgte im DurchfluS, die der Radioaktivitgt mit der fiir die Ribosomen angegebenen Methode.

Ergebnisse W e r d e n Zellen y o n ChloreUa ffir kurze Zeit m i t [att]Uridin u n d p4C]Methionin i n k u b i e r t , so b a u e n sie die Vorstufen in unterschiedliche P a r t i k e l n der R i b o s o m e n f r a k t i o n ein. W g h r e n d der A m i n o s g u r e - E i n b a u offenbar in die P a r t i k e l n erfolgt, die die H a u p t m a s s e der R i b o s o m e n f r a k t i o n a u s m a c h e n u n d d a m i t die E x t i n k t i o n s k u r v e bei 260 n m ergeben, wird das e i n g e b a u t e U r i d i n in a n d e r s s e d i m e n t i e r e n d e n Teilchen wiedergefunden (Abb. 1). Die S e d i m e n t a t i o n s k o e f f i z i e n t e n lassen sieh n a c h Vergleich m i t r i b o s o m a l e n P a r t i k e l n aus Escherichia coli abschgtzen. Dan a c h ergeben sich ffir die E x t i n k t i o n s g i p f e l u n d ffir den m a x i m a l e n E i n b a u der A m i n o s ~ u r e W e r t e y o n 80 S (Hauptgipfel), y o n 55 S u n d y o n 40 S. Diese W e r t e e n t s p r e c h e n den A n g a b e n fiber die S e d i m e n t a t i o n der c y t o p l a s m a t i s c h e n Monosomen y o n Chlorella (Mihara u. Hase, 1969; Galling, 1970). Die M a x i m a des U r i d i n - E i n b a u s liegen dagegen bei 50 S u n d bei 30 S, m i t einer Schulter i m Bereich y o n 70 S, also in Bereichen, die der S e d i m e n t a t i o n c h l o r o p l a s t i d g r e r R i b o s o m e n u n d deren U n t e r einheiten e n t s p r e c h e n (z. B. Sager u. H a m i l t o n , 1967, bei Chlamydomohas). Trotz der A n w e s e n h e i t r e c h t hoher M a g n e s i u m k o n z e n t r a t i o n e n (10 raM) i m G r a d i e n t e n wird keine A g g r e g a t i o n der 50 S- u n d 30 S-Teilehen zu 70 S - P a r t i k e l n b e o b a c h t e t . Die A n a l y s e der R N A aus d e n in A b b . 1 a schraffierten Bereichen ist in A b b . 1, b u n d c, dargestellt. Es e r g i b t sich ffir die t~NA des 50 S-Teilchens eine S e d i m e n t a t i o n , die 23 S u n d 5 S e n t s p r i c h t , wenn m a n d a v o n ausgeht, d a 9 die c y t o p l a s m a t i s c h e n R i b o s o m e n , die die E x t i n k t i o n s k u r v e b e s t i m m e n , R N A y o n 26 S, 18 S u n d 5 S entha]ten. Die R N A der 30 S-Teflchen zeigt keinen einheitlichen Gipfel. H i e r liegt der H a u p t a n t e i l der R a d i o a k t i v i t g t zwischen 16 S u n d 8 S.

206 G. Galling und V. Ssym~nk: Uridin-Einbau in Chloroplasten-Ribosomen

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Abb. 1 a--c. Auftrennung der gibosomenfraktion von Chlorella im Rohrzuckerdichtegradienten nach Markierung der Zellen mit 5-3H--Uridin und Methyl-14CMethionin fiir 5 rain (a). Gradient yon 10--30% S~echarose in TRIS/HC1, pH 7,6, 0,01 M MgSOa. Zentrifugation 6 Std mit 90000 • g, 2~ C im Rotor SW 27 der Omega-Ultrazentrifuge. Nach Auftrennung des Gradienten in Fraktionen yon je 0,8 ml valrde in verdiinnten Proben die Extinktion bei 260 nm gemessen. Die Radioaktivitgt wurde in Aliquots yon je 0,2 ml auf Glasfaserfiltern in Toluol mit bis-MSB und PPO bestimmt. 9 1 6 9 Extinktion bei 260 nm, A - - / ~ aH dpm • - - - • 14Cdpm. Die RNA der schraffierten Bereiche wurde mit der Phenolmethode prgpariert und in Dichtegradienten aufgetrennt. RNA der 50 S-Region (b), RNA der 30 S-Region (e). Gradient yon 10--30% Saccharose wie oben, Zentrifug~tion 3,5 Std mit 350000 • g, 0~ C im Rotor SW 65L der Spinco-Ultrazentrifuge. Nach Anstechen der Zentrifugenbecher wurde die Extinktion der ausflieBenden LSsnng kontinuierlich bei 260 nm gemessen. Die Radioaktivit~t der auf Glasfaserfilter aufgefangenen Proben yon je 0,2 ml wurde wie oben gemessen. Extinktion bei 260 nm, A - - - AaH dpm

I n einem N a c h f i i t t e r u n g s e x p e r i m e n t m i t u n m a r k i e r t e m U r i d i n lgBt sich zeigen, dab die R a d i o a k t i v i t g t n u n n i e h t n u t i n den 50 S- u n d 30 S-Teflehen, sondern fiberwiegend i n den 70 S - P a r t i k e l n a u f t r i t t (Abb. 2). F f i t t e r t m a n Chlorellazellen gleiehzeitig m i t m a r k i e r t e m u n d u n m a r k i e r t e m Uridin, so finder m a n i n keiner Zellfraktion R a d i o a k t i v i tgt. Dies beweist, dab bei der N a c h f f t t e r u n g m i t u n m a r k i e r t e m U r i d i n kein N a e h e i n b a u der m a r l d e r t e n Vorstufe erfolgt. D e m n a c h m u $ die U m w a n d l u n g der P a r t i k e l n , die sieh beim N a c h f f i t t e r u n g s e x p e r i m e n t ergibt, eine echte T r a n s f o r m a t i o n sein, da keine N e u b i l d u n g schnell-

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14 PIanta (Berl.), Bd. 94

208 G. Galling und V. Ssymank: Uridin-Einbau in 0hloroplasten-Ribosomen

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markierter Teilehen mehr erfolgen kann. Die 70 S-P~rtikeln sind also als Nachfolger der 50 S- und 30 S-Teilchen anzusprechen. Die chlorophyllfreie Mutante Nr. 125 yon Chlorella, die nur noeh Reste yon Thylakoiden besitzt (Gergis, 1969), wurde ebenfalls mit markiertem Uridin gefiittert und auf den Einbau in die Ribosomenfraktion bin untersucht. Hier konnte nur nach 30 min Inkubation ein mel~barer Einbau erzielt werden, der auch nach dieser Zeit noch um den Faktor 100 niedriger lag ~ls in der Ribosomenfraktion normaler Chlorellen. Die Attftrennung der ribosomalen Partikeln im Gradienten ergab, dal~ nur die 80 S-Ribosomen des Cytoplasmas und deren Untereinheiten yon 55 S markiert waren. Die Regionen um 70 S, 50 S and 30 S enthielten keine Gipfel der Radioaktivit~t. Wie bereits friiher beschrieben (Galling u. Richter, 1966), bauen Stickstoff-Mangelzellen yon Chlorella Uridin sehr rasch in die R N A ein. Bei Auftrennung der in den Mangelzellen sehr reduzierten Ribosomenfraktion liii3t sich hier ebenfalls ein bevorzugter Einbau in die Region um 50 S und um 30 S des Gradienten nachweisen (Abb. 4). Wird bei der Nachfiitterung mit unmarkiertem oder anders markiertem Uridin den Zellen Stickstoff in der normalen Menge angeboten, so finder sieh die Radioaktivitiit nach einiger Zeit nicht nur, wie in der Normalanzueht, in den 70 S-Partikeln, sondern z . T . auch in den cytoplasmatischen

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0 5 10 15 20 25 30 Frakt. Abb. 4. Auftrennung der Ribosomenfraktion yon Chlorella nach Stickstoffmangelanzucht. E i n Teil der Zellen wurde nach 62 Std N-MangeI mit 5-3H-Uridin ffir 15 min inkubiert, ein anderer mit 2-14C-Uridin. Zu den ]etzteren Zellen wurde ansehlieSend unmarkiertes Uridin ffir 45 min zugegeben. Gleichzeitig wurde durch Zusatz yon KNO 3 in der fiblichen Menge die Erholung v o m Mangel eingeleitet. Beide Ans~tze wurden gemeinsam aufgearbeitet. Gradient, Zentrifugation u n d ~Iessungen wie in Abb. 1 a angegeben. E x t i n k t i o n bei 260 nm, • ...... • 3H d p m (kurzfristige Markierung), A - - - % 14C d p m ( = Nachfiitterung)

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14"

210

G. Gallingund V. Ssymank:

80 S-Ribosomen. Eine Erkl~rung fiir diesen Befund liegt m6glicherweise in der starken Ribosomen-Neubildung, die bei der Erholung vom Stickstoffmangel in Chlorella-Zellen beobachtet ~ r d (Galling, 1965). In einem weiteren Experiment wurden Chlorella-Zellen mit radioaktivem anorganisehen Phosphat gefiittert. Im Rohrzuekerdichtegradienten ergaben sieh bier Gipfel der Markierung, die genau denjenigen der eytoplasmatisehen Ribosomen und damit dem Extinktionsverlauf bei 260 nm entsprachen (Abb. 5). Aueh im Polysomenbereich des Gradienten war bier ein groBer Tell der Markierung zu finden. Der Phosphateinbau glieh damit weitgehend der Einffihrung des Methionins, die in Abb. 1 dargestellt ist. Diskussion

In der Pflanzenzelle liegen mehrere Proteinsynthese-Systeme nebeneinander vor. Den Hauptanteil isolierbarer Ribosomen stellt dabei in Chlorella das eytoplasmatische System mit Monosomen yon 80 S und deren Untereinheiten und Polysomen (Galling, 1970). Wenn eine Aufnahme markierter Nueleoside in die RNA der Ribosomen die quantitativen Verh/~ltnisse der Systeme in der Zelle widerspiegeln wiirde, w/~re zu erwarten, dab zun/~ehst die an denPolysomen anhaftendeMessenger-RNA und sp/~ter die eytoplasmatisehen Ribosomen den grSBten Tell des eingebauten Nucleosids enthalten miiBten. Dies ist jedoeh sowohl nach frfiheren Befunden (Galling, 1968) als aueh nach den hier vorgelegten Experimenten nieht der Fall. Vielmehr werden ribosomale Partikeln markiert, die wohl einem anderen Zellkompartiment angeh6ren, da sie leiehter als die eytoplasmatischen Monosomen sind. Es liegt nahe, anzunehmen, dab die chloroplas~id/~ren Ribosomen und deren Vorstufen bzw. Untereinheiten die Einbauorte des Nueleosids sind, da eine sehnelle Markierung der mit 50 S und 30 S sedimentierenden Teilehen nur in solchen Zellen nachweisbar ist, die intakte Chloroplasten besitzen. Die Uberfiihrung der zun/~ehst trotz der Anwesenheit yon Magnesinm-Ionen nieht paarweise aggregierenden Partikeln in Teilehen yon 70 S gelingt bei der Naehf/itterung mit unmarkiertem Uridin, dureh das die Aufnahme der markierten Vorstufe praktiseh ausgeschaltet wird. Chloroplastid/~re Monosomen yon Chlorella sedimentieren mit etwa 70 S (vgl. Mihara u. Hase, 1969), so dab anzunehmen ist, dab bei der l~berf/ihrung der markierten 50 S- und 30 S-Partikeln in die 70 S-Teflchen der Reifungsvorgang der Chloroplastenribosomen beobaehtet wird. Die Bevorzugung des Nueleosid-Einbaus in die ehloroplastid/~ren l~ibosomen ist sicher keine Besonderheit yon ChloreUa. Auch bei Acetabularia wurde beobachtet, dal~ Nueleoside bevorzugt in die ehloroplastid/~re RNA ribosomalen Typs eingebaut wird (DiUard u. Sehweiger, 1969). Sowohl anorganisches Phosphat als aueh Aminos/~uren werden yon tier Chlorella-Zelle

Uridin-Einbau in Chloroplasten-Ribosomen

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entsprechend den quantitativen Verhaltnissen der Ribosomensysteme bevorzugt in die cytoplasmatischen Partikeln eingebaut. Ein nicht unbetrachtlicher Tefl des Phosphateinbaus geht allerdings in schnellmarkierte, nicht partikelgebundene RNA, deren Messenger-Charakter diskutiert wird (Galling u. Richter, 1966). Der Grund ffir Unterschiede im Einbau der RNA-Vorstufen in ribosomale Partikeln kann im Biosyntheseweg der Nucleotide und der RNA gesucht werden. Das Phosphat wird bei der Bfldung der Nueleotide bereits in Vorstufen eingeffihrt, die durch Enzyme des Nucleotidstoffwechsels - - RingschluB des Purinmolekfils einerseits, Decarboxylierung der Orots/iure a n d e r e r s e i t s - weitcr in die Nucleosid-Triphosphate, das Substrat der RNA-Polymerase, umgewandelt werden. Im Gegensatz dazu werden die Nucleoside durch die Umkehrung der Aktion nucleotidabbauender Enzyme wie der 5'-Nucleotidase phosphoryliert und so in das Substrat der RNA-Polymerase fiberffihrt. Die Einffihrung der Markierung in den RNA-Stoffwechsel erfolgt also bei Nucleosiden an andercr Stelle als beim anorganischen Phosphat. Man kSnnte nun vermuten, dal] die Enzyme des Nucleotidstoffwechsels in der Zelle kompartimentiert sind. RNA-Polymerasen sind sieher sowohl im Zellkern als aueh in Chloroplasten und Mitoehondrien vorhanden. Wo im einzelnen die Synthese der Nucleotide geschieht, ist nicht klar zu entscheiden; sic kSnnte ebenfalls in allen Kompartimenten der Ze]le vor sich gehen. Es ist dagegen durchaus mSglieh, dab die Abbauenzyme der Nueleotide, wie z.B. die 5'-Nucleotidase, im Zellkcrn nieht oder nur in geringer Aktivitat vorliegen, wahrend sic im Chloroplasten ebenso wie im Cy~oplasma sehr aktiv sind. Im Chloroplasten l~gen sie ohne Membranbarriere neben der RNA-Polymerase vor, so dab eine Weiterverabeitung der durch die 5'-Nucleotidase phosphorylierten Nucleoside sofort mSglich ware. In den Zellkern kSnnten dagegen die im Cytoplasma phosphorylierten Nucleoside erst nach Durchdringen der Kernmembran in die RNA eingeschleust werden. Neben der diskutierten Kompartimenticrung kSnnen die Ergebnisse sicher aueh anders interpretiert werden. So kSnnte an eine unterschiedliche Membrandurchg~ngigkeit der Nucleosidc im Kern- und Chloroplastenbereieh gedacht werden. Leider lassen sich aus einzelligen Grfinalgen keine Zellfraktionen gewinnen, die in reiner Form oder zumindest in hoher Anreicherung Tcile nut eines Zeltkompartiments enthalten. Andererseits bieten diese Organismen wegen ihrer physiologischen Variabilit~t unsehatzbare Vorteile bei der Untersuehung intracellularer Vorgs So liegt der Einbau markiertcr Vorstufcn in die RNA sowohl unter autotrophen als aueh unter heterotrophen ]3edingungen um Zehnerpotenzen fiber den mit hSheren Pflanzen erzielbaren Werten. Auch ist bei sterfler Anzucht

212 G. Galling und V. Ssymank: Uridin-Einbau in Chloroplasten-Ribosomen y o n A l g e n die Gefahr b a k t e r i e l l e r K o n t a m i n a t i o n , die m e h r f a c h zu F e h l i n t e r p r e t a ~ i o n y o n E i n b a u v e r s u c h e n m i t h6heren P f l a n z e n geffihrt h a t (vgl. H o c k , 1967), ausgesehlossen. Es b l e i b t wegen d e r p r ~ p a r a t i v e n Schwierigkeiten i m A u g e n b l i c k n u t die M6glichkeit, i n d i r e k t e Sehliisse auf die Synthesewege d e r R N A h a l t i g e n P a r t i k e l n zu ziehen. I n den l a u f e n d e n U n t e r s u c h u n g e n d e u t c t sich an, dal~ die S y n t h e s e der d u r e h Nucleoside m a r k i e r b a r e n P a r t i k e l n i m L i e h t gef6rdert ist. Dieser Lich~einflul~ l ~ t sich n a c h S y n c h r o n i s a t i o n einer b e s t i m m t e n P h a s e der Zellentwicklung zuordnen. Der b e v o r z u g t e E i n b a u y o n Nucleosiden in R N A - h a l t i g e P a r t i k e l n des C h l o r o p l a s t e n m a c h t also mSglicherweise Bereiche intracellul~rer S t e u e r u n g der Chlorop ! a s t e n r i b o s o m e n - S y n t h e s e der biochemisehen U n t e r s u c h u n g zugi~nglich. Der Deutschen Forschungsgemeinschaft sei fiir erhebliche finanzielle Unterstiitzung dieser Arbeit gedankt. Literatur

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